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«Características físico-químicas del vello externo del durazno (Prunus pérsica L.) cultivado en la Colonia Tovar (Venezuela) – Parte 2


HECTOR BRACHO ESPINOZA.

Universidad Nacional Experimental Francisco de Miranda, Coro-Falcón –Venezuela. Chuchuve @hotmail.es

Solubilidad.

La solubilidad de los compuestos del vello externo del durazno, constituye una característica importante de la estructura de los compuestos orgánicos que contiene, de lo cual va a depender su uso en agregados o mezclas de interés industrial.

Las fuerzas intermoleculares determinan las propiedades de solubilidad de los compuestos orgánicos. La regla general es que el semejante disuelve al semejante. Las sustancias polares se disuelven en disolventes polares y las sustancias no polares se disuelven en disolventes no polares. La disolución de un compuesto orgánico en un disolvente, es un proceso en el que las fuerzas intermoleculares existentes en la sustancia pura, son reemplazadas por fuerzas que actúan entre las moléculas del soluto y disolvente. Por consiguiente, las fuerzas molécula-molécula en el soluto y las fuerzas molécula-disolvente en la disolución, esté a favor de las últimas. Algunos compuestos orgánicos se disuelven fácilmente en agua, pero la mayor parte no lo son. La mayoría de los compuestos orgánicos son solubles  en otros compuestos orgánicos llamados disolventes orgánicos. La solubilidad de un compuesto orgánico puede dar información valiosa respecto a su composición estructural. De acuerdo a la solubilidad de los compuestos orgánicos en los disolventes y a la presencia de elementos distintos de carbono e hidrógeno, estos se clasifican en ocho grupos:

Clasificación de la solubilidad de los compuestos orgánicos.

División S1: Compuestos solubles en agua y solubles en éter o benceno. Los formadores de puente de hidrógeno son los que tienen átomos de N, O y F unidos al H, y aquellos grupos funcionales con  O, N o F. Los compuestos con cadenas que superan los 5 átomos de carbono no son solubles en esta división.

División S2: Compuestos solubles en agua pero insolubles en éter o benceno. Compuestos polares con fuertes interacciones intermoleculares.

División B: Compuestos insolubles en agua pero solubles en HCL 1.2N. Los compuestos que contienen grupos funcionales básicos.

División A1: Compuestos insolubles en agua pero solubles en NaOH 2.5N. Compuestos que contienen grupos funcionales ácidos con pKa menor que 12.

División A2: Compuestos insolubles en bicarbonato de sodio 1.5N. Los ácidos con un pKa menor que 6 y los ácidos con un pKa mayor que 8 serán insolubles.

División M: Compuestos que contienen nitrógeno o azufre y que han sido insolubles en agua, HCl y NaOH. Los halógenos pueden estar presentes al igual que el nitrógeno y el oxígeno.

División N: Compuestos que son solubles en ácido sulfúrico concentrado y que no pertenecen a ninguna de las divisiones. No poseen nitrógeno, ni oxígeno, no son comunes los halógenos.

División I: Compuestos que son insolubles en todos los solventes utilizados en la clasificación y que no contienen nitrógeno o azufre.  Hidrocarburos, derivados de halogenados  de hidrocarburos.

pH.

La determinación de pH es una medida que expresa el grado de acidez o basicidad de una solución en una escala que varía entre 0 y 14. La acidez aumenta cuando el pH disminuye. Una solución con un pH menor a 7 se dice que es ácida, mientras que si es mayor a 7 se clasifica como básica. Una solución con pH 7 será neutra.

Materiales y métodos

Análisis Físico – Químico  de la muestra del vello externo del durazno (Prunus pérsica L.)

Se realizó determinación de análisis  físico-químicos, del vello externo del durazno Figura 3, según las Normas de la Asociación Oficial de Analistas Químicos. (A.O.A.C, 1980) y el Comité venezolano de  industriales ( COVENIN, 1996)

Figura 3. Vello externo del durazno (Prunus pérsica L.) recolectado en la Colonia Tovar .Venezuela.

Método para la determinación de HUMEDAD (A.O.A.C) N° 14.004. COVENIN, 1997.

Fundamento: El contenido de  humedad es una determinación importante desde el punto de vista de la calidad y conservación del alimento.

Materiales: espátulas, tamiz con diámetro de 1mm. , capsula de porcelana, desecador, pinza para capsula.

Equipos: balanza semi analítica estufa de aire forzado.

Procedimiento.

  1. Encendido de  la balanza y se ajusta la estufa a la temperatura de 105°c.
  2. Se pesó la capsula previamente secada en la estufa a 105°c por una hora.
  3. Se enfrió en desecador por 15min.
  4. Se pesó la capsula  y se anotó el peso.
  5. Se colocaron de 2 a 5 gramos de la muestra solida previamente molida.
  6. Se introdujo la muestra en la estufa a 105°c durante cuatro horas.
  7. Posteriormente se pesó la capsula y se reportó la pérdida de peso como humedad.

Formula usada.                                                                                                (1)

% Humedad: peso muestra húmeda – peso muestra seca  x 100%  

Peso muestra húmeda

Método para determinación de CENIZAS (A.O.A.C) N° 31-012. 1980.

 Principio.

Este es un método de incineración en mufla, adoptado por A.O.A.C, 1980. La determinación de cenizas y su composición química sirve para controlar la calidad de los productos en sentido de adulteraciones.

Materiales: lápiz de grafito, crisoles de porcelana, desecador espátula, pinza.

Equipos: balanza semi analítica, estufa, plancha de calentamiento, mufla.

Procedimiento:

1.-Se encendió la balanza y se ajustó la temperatura a 105°C

2.-Se rotularon los crisoles de porcelana con lápiz de grafito.

     3.-Se Pesó la capsula de porcelana previamente secada en la estufa a 105°C por             una hora.

4.-Se enfrió en desecador por 15min.

5.-Se pesó la capsula de porcelana y se anotó el peso.

6.-Se colocó  de 2 a 5 gramos de la muestra.

7.-Se colocó en la plancha de calentamiento hasta carbonizar la muestra.

8.-Luego la muestra carbonizada se colocó en la mufla a 525°C por 4 horas hasta haber logrado calcinar.

9.-Se enfrió en el desecador y se pesó.

Formula usada:                                                                                                (2)

% Ceniza: peso (capsula + ceniza) – peso capsula vacía  x 100%

Peso muestra

Método SOXTEC para la determinación de GRASA (A.O.A.C, 1980).

Fundamento: el método de soxtec  es un método de extracción continua, basado en que una porción fresca del solvente se pone en contacto con el material que se extrae por un período de tiempo.

Materiales: dedales para soxtec, capsula de 50ml, beaker de 50mlb, cilindro graduado de 50ml, espátula.

Reactivo: hexano.

Equipos: balanza semi analítica, equipo soxtec

Procedimiento:

  1. Se Pesó 0,25gr de muestra seca y se colocó en los dedales que contienen algodón en el fondo, luego se tapó  la muestra con un poco de algodón.
  2. Se conecta la manguera del refrigerante al grifo.
  3. Abrir el suministro de agua chequeando el reflujo del mismo.
  4. Se encendió el equipo extractor y fijó la temperatura según el solvente a utilizar.
  5. Se llevaron los dedales al soxtec y se colocó en el compartimiento, usando las manillas  que se encuentran al frente del refrigerante.
  6. Se colocaron  las capsulas (previamente fueron secadas en la estufa a 105°C por 2 horas y se pesaron.
  7. Se agregaron 40ml del solvente e introducidas en el equipo, cuidando que queden bien ajustadas, bajando la palanca de presión que los sella.
  8. Se bajaron  los dedales sumergiéndolos en el solvente y se  ajustó el tiempo a 15min.
  9. Debe mantenerse la válvula abierta durante todo el proceso.
  10. Completados los 15min, se subieron los dedales y se ajustó el tiempo a 3min. Cerrando las válvulas y,  transcurrido el tiempo  se enciendió el evaporador por 5min.
  11. Se retiraron las capsulas y se llevaron  a la estufa a 105°C por 10min.
  12. Se enfrió  en desecador y se pesó.
  13. Se cerraron  las válvulas que dejan pasar el destilado y se recuperó  todo.

Formula usada:                                                                                                (3)

% Grasa: peso (capsula + grasa) – peso capsula vacía  x 100%

Peso muestra

Método para determinación de nitrógeno total y proteína (A.O.A.C Nº.057-1999).

Fundamento: el método se basa en la digestión  orgánica de la muestra por acción de H2SO4 concentrado y calor activado por un catalizador, transformado el nitrógeno total orgánico en sulfato de amonio y liberado el amoniaco por la acción de una solución alcalina (NaOH 60 %). El amoniaco presente se desprende y a la vez se destila recibiéndose en una solución  de  H3BO3  que luego se titula con H2SO4 o, HCL estandarizado.

Reactivos: H2SOconcentrado; catalizador de Selenio y Sulfato de Potasio;  solución de NaOH 60%; solución de H3BO3 2 o 4%; solución indicadora de rojo de metilo y verde de bromocresol (1:5 ambos en solución al 0,2% en etanol); solución de H2SO4 0,1N o, HCL  0,02N.

Equipos y materiales: balanza analítica, digestor, micro destilador micro Kjeldahl.

Balones de digestión 100 mL; pipetas de 10 y 25 mL; cilindros graduados de 5, 10 mL;  fiolas 50 mL; bureta de 50 mL.

Procedimiento:La determinación de proteínas se realiza en tres fases: digestión, destilación y titulación.

  1. Digestión.

Para muestras sólidas se  pesó  aproximadamente  0,2 gr. de muestra seca y molida, se  transfirió a un balón de digestión, se  agregó 0,2 gr. de catalizador y 2,5 mL. de H2SO4.  Si se usa más cantidad de muestra, agregue 10 mL. de H2SO4 por cada gramo de muestra adicional. Si la muestra es líquida se toma 1 mL, se pesa y luego se transfiere al balón de digestión, agregando la misma cantidad de reactivo que se usa para las muestras sólidas. Se colocaron  los calentadores del digestor a media llama hasta que la muestra inicie digestión y     se observó cristalina o color marrón paja cristalino. Obtenido esté color se mantiene la digestión 29 por 30 minutos  más se deben rotar los balones ocasionalmente durante todo el proceso.  Terminada ésta fase se apagan los calentadores, dejando enfriar los balones. Se debe mantener encendido los extractores para permitir el escape de todos los gases.

  • Destilación. Encendido del destilador Micro-Kjeldahl.

b.1) Se conectó  la manguera de entrada de agua del condensador al grifo, dejando salir el agua.

b.2) Se abrió  la válvula de entrada a la cámara interna de destilación (1) y lavó con agua destilada, desalojando el agua del lavado a través de la válvula (2), se repitió varias veces.

b.3) Se llenó la cámara externa con agua destilada hasta la mitad a través de la válvula (3). Manteniendo siempre el mismo nivel durante todo el proceso, dejar enfriar la cámara externa  antes de agregar el agua.

b.4) Asegúrese que la celda de calentamiento no pegue con las paredes de las dos cámaras.

b.5) Cierre las válvulas (1) y (2), manténgalas así durante todo el proceso.

b.6) Se agregue 5 mL de agua destilada al balón que contiene la muestra digerida y se transfirió a la cámara interna del destilador, deje caer la muestra, adicione 10 ml de NaOH y cierre la válvula (1).

b.7) Se  Colocó  en el extremo del condensador una fiola de 50 mL.  Con  5 mL de solución de H3BO3 y tres gotas del indicador. El extremo del condensador debe quedar sumergido dentro de la solución de H3BO3.

b.8) Encienda el equipo y coloque el botón de temperatura en (5). Destile hasta obtener de 25 a 30 mL .de destilado, retire la fiola y deje salir la muestra (2). Apague el calentador.

  • Titulación.

Titule con el ácido seleccionado hasta que ocurra un cambio de color, anote el volumen de ácido gastado.

Formula usada.                                                                                      (4)

% NITROGENO TOTAL = V.gastado ácido. x N.ácido x 1,4

                     gr. de la muestra

El contenido de proteínas se obtiene de acuerdo a la formula siguiente:

                                                                                                             (5)           

%PROTEINA = % NITROGENO TOTAL x factor.

Nota:

Normalidad del ácido: 0,1 N.

Volumen de ácido gastado: (mL.).

Peso de la muestra: (gr.).

Método de determinación  Solubilidad en agua  y solventes ogánicos  del vello externo del durazno.

Materiales: Crisol de porcelana, capsula de vidrio, espátula, agua y  alcohol.  

Procedimiento:

1.- Se colocaron  de 1 a 2 gr.  de la muestra con la espátula en el crisol o la capsula.

2.-Agregar alrededor de 2 a 5 mL. de agua.

3.-Observar lo que sucede y anotar.

4.- Se realizó el mismo procedimiento desde el paso 1 pero,  en el paso 2,  comenzando con   alcohol isopropilico. Se podrá  observar el grado de solubilidad del vello externo durazno  (  Prunus  persica L.) en agua y en disolventes orgánicos.

Determnación del pH.

Se determinó el pH mediante el método de la cinta, se colocó sobre la muestra, se esperó un minuto y se comparó con la carta de colores del empaque, determinándose el pH correspondiente.

4.- Resultados  y discusión:

En la tabla 1 se presentan los valores paramétricos de la caracterización del vello externo del durazno ( Prunus  pérsica L.), correspondiente a las muestras de la Colonia Tovar Municipio Tovar del estado Aragua en Venezuela

Tabla 1.  Caracterización Físico-Químicas del vello externo del durazno (Prunus persica L.) cultivado en la Colonia Tovar-Aragua Venezuela.

  Parametros  Promedio
% de HUMEDAD 10,8
% de CENIZAS 1,4
%  de GRASA (Extracto Etéreo) 0,9
% de NITROGENO TOTAL 0,7
% de PROTEINA 4,5
SOLUBILIDAD (En Agua) NO
SOLUBILIDAD (En solv. Org.) SI
pH a 25°C 6

Valores paramétricos del durazno (Prunus pérsica L) reportados en la Tabla 2 correspondientes a los reportes bibliográficas revisados e  indicadas en la fuente. Para  ser utilizados como patrón de comparación en la discusión.

Tabla 2. Características Físico-Químicas del Durazno.

  PARÁMETROS DURAZNO (Prunus pérsica)
% de HUMEDAD 86,4
% de CENIZAS 0,6
%  de GRASA (Extracto Etéreo) 0,1
% de NITROGENO TOTAL BAJOS
% de PROTEINA 0,9
pH a 25°C 4

Fuente: Estrella 2013b; Estrella 2013c. Sozzi 2008 García 2006; Srinivasan et al , 2005.

En esta investigación se encontró que  el  vello externo del durazno en sus   características químicas  aportó   valores  de: nitrógeno 0,7%, proteína 4,5%, grasa 0,9% y cenizas 1,4%, valores  más altos que los reportados por Estrella, 2013b; Estrella, 2013c; Sozzi, 2008; y Srinivasan, et al, 2005, en la pulpa del fruto del durazno los cuales llegaban a  0,9% de proteína, 0,1% de grasa y 0,6% de cenizas.

Hay coincidencia de acuerdo a la fisiología de la planta con lo reportado por Sozzi, 2008 y Srinivasan, et al,  en el 2005,  quienes señalaron que el bajo porcentaje de proteína y grasa generalmente se debe a que en la etapa  de crecimiento de la planta, ésta distribuye más la proteína y grasa a las áreas de sus hojas, tallos y flores pero, cuando se forma su fruto esas proteínas y grasas se alojan más en su semilla y en el exterior del fruto,  la grasa que se aloja en el exterior del fruto forma parte de la protección que debe tener para que sus líquidos no salgan de su interior, sirviendo de barrera a la deshidratación temprana del fruto.

Al analizar  otros  parámetros físico-químicos en el vello externo del durazno como el  pH,  se obtuvo un pH de 6, mayor al de la pulpa del fruto (durazno) donde reportaron García, 2006;  Estrella,  2013b; y Kamel, 2014,   un pH de 4 lo que amplía su rango de asociación en las mezclas donde sea incluido.

En cuanto  a la solubilidad,  se demostró que el vello externo del durazno  no es soluble en agua, la muestra queda suspendida en la parte superior flotando Figura 4 (a) pero, si es soluble en disolventes orgánicos  iniciándose la demostración  primero en alcohol isopropílico en el cual la muestra absorbió el alcohol tornándose pastosa Figura 4 (b). Se definió claramente su solubilidad en el grupo de clasificación :  B y A1; que agrupa compuestos orgánicos con grupos funcionales básicos no solubles en agua, suministrando información de su composición estructural. Esto  pudiera ser una limitante para  ser utilizado en procesos industriales que requieran asociación de materias primas  donde no se involucren solventes orgánicos.  

Figura 4.  (a) Solubilidad en agua.          Figura 4. (b) solubilidad en alcohol.

     del vello externo del durazno.                 del vello externo del durazno.

La humedad el vello externo del durazno reportó valores promedio  de 10,8% de humedad (García,2006), quedando con apariencia de gránulos blancos apelmazados de diferentes tamaños (Figura 5).   Al comparar con la humedad del fruto (durazno)  es mucho mayor con un  porcentaje de 86,4%. Según lo reportado por Mieres-Pitre,  et al, 2010 y Kamel, 2014, la pulpa del fruto está comprendida en casi su totalidad de agua; el vello externo  insoluble en agua, forma parte del fruto como parte protectora de cualquier medio externo que pueda dañar y alterar sus propiedades.

Figura 5 Muestras del vello externo del durazno ( Prunus pérsica L.) seco.

Conclusiones

El vello externo del durazno es un desecho orgánico el cual por su contenido de proteína 4,5%  y cenizas 1,4%, constituye un elemento importante en la premezcla de material vegetal para la elaboración de ensilaje, así como también,  bloques multi-nutricionales para la alimentación animal.

Su contenido de nutrientes no es despreciable,  pudiera clasificarse como un  desecho orgánico, materia prima  en la agroindustria rural, pequeña y mediana empresa de la producción de abonos orgánicos tipo bocashí y humus líquido.

 Considerado un resto de cosecha se puede  proponer  su utilización como agregado en las mezclas de fertilizante que se hacen en el manejo agronómico del cultivo de durazno, debido  las demandas de nutrientes que amerita la planta para garantizar producción con calidad del tamaño y coloración del fruto.  

La solubilidad de esta materia orgánica en disolventes orgánicos y liberados éstos   luego por secado,  es otra característica importante a tener en cuenta desde el punto de vista del aprovechamiento para la industria alimenticia (micronutrientes, fibra y proteína), farmacológica y cosmetológica (exfoliante) como ingrediente o agregado de acuerdo con los fines tecnológicos previamente establecidos.

Referencias Bibliográficas:

[1] AOAC 2057. Determinacion de proteínas. Método microKjeldhal Asociación de Químicos Analíticos oficiales. Metodo oficial de análisis 15ta Edición washington D.C. 1990.

[2] Brown, N. Taxonomy  of  peach (Prunus pérsica L.). Journal of botany, British and            foreingn. 66:141. 1928.

[3] CAZABONNE C.  Noticias del sector de frutas y verduras, El durazno (Prunus persica L.). www.freshplaza.es/index_sector.asp?sector=6)  2009.

[4] COVENIN. 1077-97. Determinación de humedad. Comité venezolano de normas industriales. Ministerio de Fomento. Venezuela. 9p. 1997

[5] COVENIN. Catálogo de normas venezolanas . Comité venezolano de normas industriales. Ministerio de Fomento. SENCAMER. Caracas Venezuela  160p 1996

[6] CITEC-UNEFM.  Manual de métodos y procedimientos para la calidad físico- química de alimentos. Centro de Investigaciones Tecnológicas (CITEC) Universidad Nacional Experimental Francisco de Miranda (UNEFM) .80p. 2010.

[7a] Estrella,M. Durazno (Prunus pérsica L.), origen, historia, medio de desarrollo, características, propiedades terapéuticas. En www.dietaynutricion.net. Consultado Marzo 25/ 2013.

[8b] Estrella M. Usos medicinales del melocotón. En www.dietaynutricion.net. Consultado Febrero 16/ 2013.

[9c] Estrella,M. Información nutricional del durazno o melocotón, calorías composición y valores nutricionales. En  www.dietaynutricion.net.  Consultado Marzo 01/2013.

[10] Enroquez, J.A. Rescate del germoplasma de durazno (Prunus pérsica  L. Bastch) Unidad de Agronomía de la Universidad Autonóma de Zacatecas (UAT) México En www.uaz.edu.mx/cip . Consultado Julio 20/2001.

[11] García,  A.  Caracterización física y química de duraznos (Prunus persica L. Batsch) y efectividad de la refrigeración comercial en frutos acondicionados. Bioagro 18 (2): 115-121. 2006.

[12] Kamel, B.S. Characterization of the seed oil and meal front apricot, cherry, nectarine, peach and plum. Canada. JAOCS. Vol.69 Nº 5. 2014

[13] Mieres-Pitre, A.; Santangelo G.; González C. Refinación de aceite crudo de la almendra del durazno (Prunus persica  L.) y su caraterización. Escuela de Ingeniería  Química, Facultad de Ingeniería, Universidad de Carabobo-Venezuela. P12. 2010.

[14] Missouri Botanical Garden.( prunus persica L.) online www.tropics.org. 05/11/2014.

[15] Srinivasan, C.; Padilla, I. ; Scorza, R. Prunus spp. Almond, apricot, cherry, nectarine, peach and plum.  In: Biotechnology of fruit and nut crops, Litz, R.E (Ed.), Wallinford,Oxfordshire U.K:CABI Publishing.pp512-542. 2005

[16] Sozzi. G. Fisiologia del crecimiento de los frutos del durazno (Prunus pérsica  L.) En Sozzi Gabriel O. Árboles frutales, Ecofisiología, cultivo y aprovechamiento. 1Ra Reimpresión. Facultad de Agronomía Universidad de Buenos Aires pp 307-330. ISBN 950-29-0974-7. 2008.


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Héctor, R. Bracho Espinoza es colaborador destacado de Mundo Agropecuario

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